| Código: | RM03 | Sigla: | TABCMCM |
| Áreas Científicas | |
|---|---|
| Classificação | Área Científica |
| OFICIAL | Ciências do Mar |
| Ativa? | Sim |
| Unidade Responsável: | Microscopia |
| Curso/CE Responsável: | Mestrado em Ciências do Mar - Recursos Marinhos |
| Sigla | Nº de Estudantes | Plano de Estudos | Anos Curriculares | Créditos UCN | Créditos ECTS | Horas de Contacto | Horas Totais |
|---|---|---|---|---|---|---|---|
| MCMRM | 22 | Plano Oficial 2018 | 1 | - | 5 | 50 | 135 |
| Docente | Responsabilidade |
|---|---|
| Eduardo Jorge Sousa da Rocha | Regente |
| Tânia Vieira Madureira | Regente |
| Teórica: | 2,14 |
| Práticas Laboratoriais: | 1,43 |
| Tipo | Docente | Turmas | Horas |
|---|---|---|---|
| Teórica | Totais | 1 | 2,143 |
| Célia Cristina Carreiras Lopes | 0,429 | ||
| Diana Sofia de Sá Pádua | 0,429 | ||
| Eduardo Jorge Sousa da Rocha | 0,071 | ||
| Fernanda Cristina Rodrigues Malhão Pereira | 0,286 | ||
| Luís Filipe Costa de Castro | 0,214 | ||
| Margarida Ribeiro Vilaça | 0,143 | ||
| Ricardo Jorge Pereira Córdova Marcos | 0,143 | ||
| Tânia Vieira Madureira | 0,286 | ||
| Práticas Laboratoriais | Totais | 2 | 2,858 |
| Célia Cristina Carreiras Lopes | 0,714 | ||
| Diana Sofia de Sá Pádua | 0,429 | ||
| Maria de Fátima de Oliveira Ferreirinha | 0,144 | ||
| Fernanda Cristina Rodrigues Malhão Pereira | 0,714 | ||
| Manuel João Rua Vilanova | 0,143 | ||
| Tânia Vieira Madureira | 0,714 |
Aumentar a familiaridade dos estudantes com técnicas utilizadas para analisar amostras biológicas em biologia celular e molecular, com ênfase em animais aquáticos.
Recordar e aprofundar os princípios teóricos na base de cada técnica, bem como, fornecer protocolos e exemplificar algumas das suas aplicações mais comuns em biologia aquática.
Disponibilizar oportunidades de “saber fazer” no que diz respeito a técnicas muito usadas em biologia celular e molecular.
O estudante deverá mostrar que possui conhecimento, compreensão, capacidade de execução e competência nas áreas relativas a várias técnicas, citológicas, histológicas (microscopia, ótica, eletrónica e de fluorescência), de citometria, de cultura celular e ainda moleculares (como seja desenho de primers e qtRT-PCR).
Um dos resultados da aprendizagem é também aumentar a experiência de trabalhar em grupo para a resolução de problemas.
NECROPSIA, RECOLHA, PROCESSAMENTO E ANÁLISE DE AMOSTRAS BIOLÓGICAS.
CULTURA DE CÉLULAS: Introdução aos princípios básicos. Equipamento. Preparação dos reagentes e do material. Culturas primárias. Subculturas e linhas celulares. Contaminação. Criopreservação. Quantificação. Aplicações. Culturas 2D, 3D e de fatias (slices).
PROCESSAMENTO PARA MICROSCOPIA ÓTICA - DA RECOLHA À LÂMINA: Introdução. Dissecação e recolha de amostras. Criofixação. Fixação e descalcificação. Desidratação. Diafanização. Impregnação e inclusão. Corte.
PROCESSAMENTO PARA MICROSCOPIA ELETRÓNICA - DA RECOLHA À GRELHA: Introdução. Dissecação e recolha de amostras. Processamento do tecido. Ultramicrotomia. Coloração e contrastação. Criotécnicas. Observação ao microscópio. Aplicações.
TÉCNICAS DE COLORAÇÃO EM MICROSCOPIA ÓTICA: Introdução à teoria da coloração. Descrição das técnicas mais utilizadas em histologia: Hematéina & Eosina. Impregnação argêntica: método de Bielschowsky's para fibras nervosas e axónios; Método de Gomori para fibras reticulares. Tricrómio de Masson para fibras de colagénio. Colorações para lípidos. Colorações de Nissl para o tecido nervoso. Coloração de Weigert para fibras elásticas.
HISTOQUÍMICA: Introdução. Preparação do tecido. Métodos histoquímicos. Análise qualitativa vs. qualitativa. Aplicações.
IMUNOHISTOQUÍMICA: Introdução. Produção de anticorpos. Preparação do tecido. Método direto e indireto. Visualização dos produtos finais da reação (microscopia ótica e eletrónica). Análise qualitativa vs. quantitativa. Aplicações.
IMUNOFLUORESCÊNCIA: Introdução. Antigénios. Métodos para preservação dos antigénios. Seleção dos anticorpos. Procedimento. Aplicações. Introdução à microscopia confocal.
TÉCNICAS CITOLÓGICAS: Introdução. Princípios gerais da citologia. Manuseamento das amostras. Preparação das amostras. Coloração das amostras citológicas. Observação citológica. Aplicações.
TESTES DE GENO/CITOTOXICIDADE: O ensaio do cometa e outros.
ESTEREOLOGIA: Introdução. A importância da quantificação. Parâmetros-alvo. Medidas em órgãos, células e organelos.
INTRODUÇÃO AOS MÉTODOS MOLECULARES: DNA. RNA. Transcrição. Tradução. Código genético. Proteína.
HIBRIDIZAÇÃO IN-SITU: Introdução. Tipos de sondas. Preparação do tecido e pré-tratamento da amostra. Revelação dos híbridos. Contrastação e modos de observação. Análise qualitativa vs. quantitativa. Aplicações.
CITOMETRIA DE FLUXO: Princípios e aplicações.
WESTERN BLOT: técnica, teoria, prática e problemas.
CONCEITOS TEÓRICOS SOBRE BIOLOGIA MOLECULAR: Estrutura do gene, exons, introns, promotores, mecanismos reguladores. Evolução molecular, homologia/analogia. Aplicações de biologia molecular - exemplos.
BIOINFORMÁTICA/ LABORATÓRIO RNA: Bioinformática: Notas introdutórias; GenBank e Ensembl; Recursos genómicos; Alinhamentos, Regiões conservadas; Filogenia; Exercício prático. Laboratório RNA: Notas introdutórias; Extração do RNA, concentração, avaliação da qualidade, síntese de cDNA.
PCR DE TEMPO REAL: Princípios da técnica e "troubleshooting". Exercício laboratorial com o RT-PCR. Discussão dos resultados. Alternativas: métodos avançados de expressão molecular.
TÉCNICAS HEMATOLÓGICAS: Introdução aos princípios e aplicações.
FIM
Aulas expositivas e práticas laboratoriais*
*Podem ser solicitados pequenos relatórios ou questionários.
| Designação | Peso (%) |
|---|---|
| Exame | 50,00 |
| Trabalho escrito | 30,00 |
| Participação presencial | 20,00 |
| Total: | 100,00 |
| Designação | Tempo (Horas) |
|---|---|
| Elaboração de projeto | 10,00 |
| Estudo autónomo | 75,00 |
| Frequência das aulas | 50,00 |
| Trabalho escrito | 0,00 |
| Total: | 135,00 |
Conforme a Lei e Normas em vigor na UPorto e do ICBAS.
É requerida a presença em 3/4 das aulas lecionadas e execução do projeto
Nota Final = Nota do Exame Final x 0,50 x + Nota do Projeto x 0,30 + Nota de Avaliação Contínua x 0,20 + Bónus
As notas de Exame e Projeto são dadas numa escala de 0 a 20 valores.
Exame Final - Teste de escolha múltipla. Contém perguntas que derivam do ensino-aprendizagem obtida em aulas práticas.
Projeto - Conforme descrito em Provas e Trabalhos Especiais.
Avaliação Contínua - Apreciação de assiduidade e desempenho em aulas teóricas e práticas (inclusive na feitura de pequenos relatórios e questionários curtos).
Bónus - Os estudantes que fizerem a apresentação do Projeto em inglês (no texto escrito e na apresentação oral) terão um bónus de até 1 valor.
A classificação final é de 0 a 20 valores, arredondada à unidade.
Projeto - Apresentação oral de 1 uma página ‘web’ dedicada à apresentação detalhada de uma das técnicas utilizadas durante as aulas (biologia celular ou molecular), no âmbito da sua aplicação na área das ciências do mar.
Deverá ser incluído 1 exemplo prático da sua aplicação, com base numa boa referência de 1 artigo original publicado em revista internacional indexada no Scopus.
O trabalho é realizado em grupos de 4 a 5 estudantes (não mais do que 4 grupos). Os grupos NÃO poderão fazer projetos baseados em técnica idêntica, pelo que se terão de coordenar-se entre si.
No dia da apresentação (uma "visita guiada à página") será sorteado quem apresenta o protocolo e quem apresenta e justifica a escolha do exemplo de aplicação. Os elementos (e sobretudo os que não apresentaram) serão questionados sobre aspetos do trabalho.
Nota: ultrapassar do tempo de apresentação do projeto (máximo de 15 minutos) será negativamente refletido na classificação.
Realização de novo exame final, não havendo lugar a melhoria da componente contínua (exceto se o estudante frequentar de novo a unidade, no ano letivo seguinte).
Oradores convidados: a unidade curricular pode convidar peritos externos a apresentarem avanços em temas técnicos selecionados, além de poderem participar na lecionação prática.